文献分享 | 眼后节局部给药：解决临床前到临床转化的挑战

今天分享一篇文献收藏夹里的文章。希望对医生读者、产业人士有所借鉴。 

摘要：

将治疗药物局部递送至眼后节仍然是眼部药物递送的“圣杯”。例如，通过玻璃体内注射抗血管内皮生长因子生物制剂，如雷珠单抗、阿柏西普和贝伐珠单抗，来治疗新生血管性年龄相关性黄斑变性，尽管这些药物已使该疾病的治疗发生了革命性变化，但仍需要比玻璃体内注射侵入性更小的替代疗法。文献中的多份报告显示，在小动物模型中，小分子和大分子均可局部递送至眼后节。尽管取得了这一进展，但成功转化到更大的物种，最终转化到人类，仍有待证明。选择具有相关眼解剖和生理学的动物模型以及适当的实验设计对于可行性评估和增加成功转化率至关重要。

介绍：

滴眼液的局部滴注是非侵入性的，是对眼睛进行治疗的最常见途径。尽管该途径是治疗眼前节疾病的可行药物递送方法，但有效局部递送药物以治疗年龄相关性黄斑变性（AMD）和糖尿病性黄斑水肿等后节疾病仍然是一个重大挑战。静态和动态屏障限制了治疗分子渗透到眼组织中「1，2」。药物转运的静态屏障包括角膜上皮、结膜上皮、巩膜、脉络膜、Bruch膜和视网膜色素上皮；这些与脉络膜和结膜血流、流泪、淋巴引流和外排等动态屏障共同作用，可有效排斥异物和病原体。因此，滴眼液局部给药后的生物利用度很低，通常只有不到 3% 的局部给药药物到达房水「1」，到达眼后节的更少，导致这些组织中的药物浓度低于治疗剂量「3」。

尽管存在大量未满足的需求和市场机会，但将治疗性蛋白质等亲水性大分子药物局部递送至后节仍然特别具有挑战性。目前治疗 AMD 的标准护理是玻璃体内注射抗血管内皮生长因子（抗 VEGF）生物制剂。许多注册试验已经确定了这些注射的推荐频率，通常是每月一次或每两个月一次，具体取决于药物。除了给患者和护理人员带来沉重的治疗负担外，频繁的玻璃体内注射还会增加并发症的风险，包括眼内炎、白内障、视网膜脱离和玻璃体出血。

根据现实世界的经验，患者接受的治疗可能比参与临床试验的患者少，因此，治疗结果可能比预期差「4」。显然，通过微创给药途径实现有效递送可为患者带来显著益处。在 临床前模型中研究分子局部给药的代表性研究 列于下表。本文讨论了评估用于治疗视网膜疾病的局部给药的关键考虑因素，重点讨论了从临床前模型到人类的转化。

临床前评估：动物模型和可转化性

许多声称成功将小分子或蛋白质局部递送至视网膜的临床前研究都使用了啮齿动物模型（见上表)。优势包括已建立和公认的药理学模型的可获得性，以及对成本和可用性等实际考虑因素。尽管有这些优势，但啮齿动物眼球与人眼在解剖结构上存在差异，由此产生的药物分布和消除差异可能会对药效学反应产生重大影响。因此，应谨慎解读使用啮齿动物模型生成的疗效数据。尽管在啮齿动物中获得了有希望的临床前数据，但在临床试验中局部给药化合物的多次失败强调了选择适当的临床前动物模型的重要性。

例如， TG100801 是一种小分子多激酶抑制剂，在局部给药后显示可抑制小鼠模型中激光诱导的脉络膜新生血管形成(CNV)，以及视网膜静脉阻塞大鼠模型中的水 肿「5」。TG100801 是一种前药，因其能够穿透角膜而被作为候选药物；然后通过水解产生活性抑制剂「5」。然而，没有在更大的物种中进行药效学研究，在人体试验中，尽管耐受性良好，但 TG100801 未能证明对 AMD 患者有效（NCT00509548）。

同样，帕唑帕尼作为一种小分子多激酶抑制剂，配制成滴眼液，剂量为 5 毫克/毫升，每天局部给药两次，可显著减少大鼠激光诱导 CNV 模型的渗漏约 90%「6」。然而，当随后在继发于AMD的黄斑下CNV病患者中以10mg/ml滴眼液的形式进行试验(每日四次，持续12周)时，它并未降低视网膜中央厚度（CST）「7」。

最近报道了一种非常相似的结果，即 acrizanib ，一种专门设计用于局部眼部给药以治疗新生血管性AMD的VEGF受体-2抑制剂「8」。 啮齿动物CNV模型(小鼠和大鼠)被用作建立结构-活性关系和筛选具有有效体外局部递送活性 VEGFR-2 抑制剂的主 要手段。Acrizanib在小鼠CNV模型中，以1%混悬液形式每日三次给药后，表现出99%的抑制效应。而在大鼠 CNV 模型中以 3% 混悬液每天两次给药时达到 94% 的抑制作用。尽管两种啮齿动物模型的数据均呈阳性，但Acrizanib在新生血管性 AMD 患者的概念验证研究中并未显示出疗效（NCT02355028)。

尽管存在这些失败案例，多激酶抑制剂局部递送至后节仍然是一个活跃的研究领域。例如，多激酶抑制剂 PAN-90806 的局部悬浮液制剂目前正在 AMD 患者中进行 I/II 期试验（NCT03479372）。

与啮齿类动物相比，兔子的相关解剖学和生理学参数与人类更接近「9」。兔子与人类具有相似的眼部特征，包括可比较的大小、玻璃体体积和内部结构，因此局部给药的化合物到达眼后节的扩散路径相似「9」。此外，兔子的玻璃体内药代动力学参数与人类的药代动力学参数显示出可预测的相关性「10」。兔子也相对容易处理，是较大物种模型中最经济的。重要的是，已经建立了越来越多的兔眼病模型，包括 AMD「9」。

由于解剖/生理差异可能会影响药物处置，因此即使是使用兔子等较大动物物种产生的临床前数据也应谨慎解读。例如，兔子具有比人类更低的眨眼速率，这预计会增加局部给药的药物制剂的停留时间并潜在地影响药物在眼内组织中的生物利用度「11」。此外，相对于人眼而言，兔眼中成比例更大的前段和更粘的玻璃体液也可能影响更主要依赖于角膜扩散途径的药物的分布「图1」。最后，研究者通常将眼睛健康的动物用于药代动力学研究。当外推至血-视网膜屏障受损的患病人眼时，这可能导致药物清除率的低估「12」。

「图1：局部给药后通过角膜和结膜/巩膜途径的药物分布途径」

除了选择合适的动物模型之外，正确的研究设计对于避免在药物分布方面对研究结果进行不正确的相互解释也是至关重要的。局部用药可能通过角膜和/或结膜上皮进入眼睛。角膜吸附后药物渗透到后段组织涉及通过前段，然后到达玻璃体和视网膜。在吸收到结膜中之后，药物可以通过巩膜或角膜扩散，或者可选地，在到达玻璃体和视网膜之前被清除到体循环中「1」「图1」。根据我们的经验，评估对侧未治疗眼的药物水平和/或疗效对于从全身消除药物分布的潜在混杂因素至关重要。

鉴于人类的血容量比人大得多（成人约 5 升，而2 千克成年兔约 0.12 升），兔子局部给药后，药物通过体循环分布到眼后节，可能导致组织水平无法转化为人体参考。迄今为止，已报道的兔眼局部给药眼后节药物成功暴露的案例主要是通过小分子 「3」「表1」。例如，局部滴注 35 μl 0.1% 美金刚水溶液，每天两次，持续 7 天，能够让兔子模型视网膜组织中的药物浓度达到足以保护视神经的药物水平「1」。在另一个例子中，使用每日一次局部剂量的 1% 多佐胺盐酸盐水溶液，可以达到足以抑制兔子碳酸酐酶同工酶 II 的视网膜浓度「13」。离子电渗疗法是一种使用电流来增强组织渗透的局部药物递送方法，已显示出一定的前景。尽管使用经角膜离子电渗疗法进行眼后节给药的研究数量有限，但有多种成功的小分子(包括抗生素和类固醇)经巩膜离子电渗疗法进入兔玻璃体的实例「14」。离子电渗地塞米松已进入针对黄斑水肿患者的 Ib/IIa 期临床试验（NCT02485249），但试验因入组问题而终止。虽然在将小分子局部递送至眼后节方面取得了一些成功，但考虑到更大的分子量和极性，生物制剂的障碍更大。已经表明巩膜通透性随着分子量和分子半径的增加而降低「15」。另一方面，生物制剂通常比小分子对其靶标具有更高的亲和力。因此，与较低的角膜或巩膜渗透相关的挑战可能在一定程度上被靶点实现疗效所需的较低药物浓度所抵消。然而，即使是强效的贝伐珠单抗，在连续一周每天六次局部给药 1.25 mg/0.05 ml 后，也未能在兔子的视网膜和玻璃体中达到治疗浓度「16」。Ambati等人「17」报告成功地将针对细胞间粘附分子 1 的单克隆抗体经巩膜递送至兔的视网膜和脉络膜，而没有检测到全身暴露，从而抑制 VEGF 诱导的白细胞淤积。然而，这需要使用渗透泵在 24 小时内恒定地将药物输送到颞上象限巩膜「17」。

为了应对局部蛋白质递送的挑战，已经探索了不同的制剂方法以试图克服障碍并在后节达到具有治疗意义的药物水平「表1」。威廉姆斯等人「18」 报道了在用通透性增强剂癸酸钠局部给药抗体片段后 12 小时，在兔玻璃体中检测到浓度为 50–150 ng/ml 的 28-kDa 单链可变域抗体片段。有趣的是，未观察到其相应的全长 (IgG) 抗体渗入玻璃体「18」。戴维斯等人「19」报道了使用膜联蛋白 A5 相关脂质体将生理相关浓度的贝伐珠单抗递送至大鼠和兔子的眼后节。同样，Platania等人「20」报道了使用基于膜联蛋白 A5 的脂质体制剂在局部给药后将高水平的转化生长因子 β1 递送至兔玻璃体。使用细胞穿透肽 (CPP) 是另一种已被研究用于蛋白质和肽眼部递送的配制方法「21」。然而，迄今为止使用这种方法的临床前研究主要限于啮齿动物模型。例如wang等人「22」使用 CPP HIV 转录反式激活因子 (TAT) 以足以保护视网膜免受缺血再灌注损伤的水平局部给药后，将酸性成纤维细胞生长因子递送至大鼠视网膜。同样，Ozaki等人「23」 展示了将与 TAT 结合的局部给药的钙蛋白酶抑制肽递送至大鼠眼后段。另一个相关的例子是使用 CPP，一种用于眼部递送 (POD) 的肽，当将制剂局部施用于小鼠眼睛时，它与绿色荧光蛋白结合以使其能够被角膜上皮吸收「24」。最近，de Cogan等人「25」报道，当抗体与 CPP、聚精氨酸-6 联合使用时，大鼠在局部给药后可达到治疗水平的贝伐珠单抗。尽管在啮齿动物中取得了这些令人鼓舞的结果，但这些平台的转化应用仍处于起步阶段。此外，通过使用癸酸钠等药剂增强角膜通透性有可能导致与受损的上皮间紧密连接相关的眼部毒性「3」。因此，除了疗效评估外，还需要对这些基于制剂的新型局部给药方法进行非啮齿类动物的全面安全性评估「26」。

结论：

尽管局部眼部给药代表了一种侵入性较小且因此比眼内注射更安全的给药途径，但通过这种途径将药物递送至后段的临床成功仍然难以捉摸。现在有多种在啮齿动物模型中生成的临床前药代动力学和疗效数据无法转换为人类数据的实例。当考虑到跨物种眼睛的解剖学和流体动力学差异时，没有实现从啮齿动物到人类的转化就不足为奇了。基于包括但不限于角膜厚度、房水体积和流速、玻璃体体积以及从眼表面到眼后节的圆周或线性距离等参数，可以预见通过局部给药将药物递送到眼后节在人类中将比在啮齿动物中更困难。不幸的是，啮齿动物仍然是许多评估局部给药的可行性研究的首选物种。

在测试新的给药方法时，我们提倡使用较大的物种，如兔、犬、猪或猴，以最大限度地提高预测性临床前评估和成功临床转化的概率。此外，评估治疗眼和对侧眼以及血浆中的药代动力学对于给药机制很重要。最后，全面的安全性评估也很重要，这可以也应该被视为研究设计的一部分。

随着新型递送方法的不断创新，我们仍然希望向眼后段局部给药(包括生物制剂)在未来可能成为现实，以解决重大的未满足医疗需求。

相关参考：

1. Hughes PM, Olejnik O, Chang-Lin JE, Wilson CG. Topical and systemic drug delivery to the posterior segments. Adv Drug Deliv Rev. 2005;57(14):2010–2032. doi: 10.1016/j.addr.2005.09.004.

2. Barar J, Javadzadeh AR, Omidi Y. Ocular novel drug delivery: impacts of membranes and barriers. Expert Opin Drug Deliv. 2008;5(5):567–581. doi: 10.1517/17425247.5.5.567. 

3. Boddu SH, Gupta H, Patel S. Drug delivery to the back of the eye following topical administration: an update on research and patenting activity. Recent Pat Drug Deliv Formul. 2014;8(1):27–36. doi: 10.2174/1872211308666140130093301.

4. Holz FG, Tadayoni R, Beatty S, Berger A, Cereda MG, Cortez R, Hoyng CB, Hykin P, Staurenghi G, Heldner S, Bogumil T, Heah T, Sivaprasad S. Multi-country real-life experience of anti-vascular endothelial growth factor therapy for wet age-related macular degeneration. Br J Ophthalmol. 2015;99(2):220–226. doi: 10.1136/bjophthalmol-2014-305327. 

5. Doukas J, Mahesh S, Umeda N, Kachi S, Akiyama H, Yokoi K, Cao J, Chen Z, Dellamary L, Tam B, Racanelli-Layton A, Hood J, Martin M, Noronha G, Soll R, Campochiaro PA. Topical administration of a multi-targeted kinase inhibitor suppresses choroidal neovascularization and retinal edema. J Cell Physiol. 2008;216(1):29–37. doi: 10.1002/jcp.21426. 

6. Yafai Y, Yang XM, Niemeyer M, Nishiwaki A, Lange J, Wiedemann P, King AG, Yasukawa T, Eichler W. Anti-angiogenic effects of the receptor tyrosine kinase inhibitor, pazopanib, on choroidal neovascularization in rats. Eur J Pharmacol. 2011;666(1–3):12–18. doi: 10.1016/j.ejphar.2011.05.016. 

7. Singh R, Wurzelmann JI, Ye L, Henderson L, Hossain M, Trivedi T, Kelly DS. Clinical evaluation of pazopanib eye drops in healthy subjects and in subjects with neovascular age-related macular degeneration. Retina. 2014;34(9):1787–1795. doi: 10.1097/IAE.0000000000000179.

8. Adams CM, Anderson K, Artman G, 3rd, Bizec JC, Cepeda R, Elliott J, et al. The discovery of N-(1-methyl-5-(trifluoromethyl)-1H-pyrazol-3-yl)-5-((6- ((methylamino)methyl)pyrimidin-4-yl)oxy)-1H-indole-1-carboxamide (acrizanib), a VEGFR-2 inhibitor specifically designed for topical ocular delivery, as a therapy for neovascular age-related macular degeneration. J Med Chem. 2018;61(4):1622–1635. doi: 10.1021/acs.jmedchem.7b01731. 

9. Zernii EY, Baksheeva VE, Iomdina EN, Averina OA, Permyakov SE, Philippov PP, et al. Rabbit models of ocular diseases: new relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 2016;15(3):267–291. doi: 10.2174/1871527315666151110124957.

10. Del Amo EM, Urtti A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 2015;137:111–124. doi: 10.1016/j.exer.2015.05.003.

11. Owen GR, Brooks AC, James O, Robertson SM. A novel in vivo rabbit model that mimics human dosing to determine the distribution of antibiotics in ocular tissues. J Ocul Pharmacol Ther. 2007;23(4):335–342. doi: 10.1089/jop.2006.0123. 

12. Shen J, Durairaj C, Lin T, Liu Y, Burke J. Ocular pharmacokinetics of intravitreally administered brimonidine and dexamethasone in animal models with and without blood-retinal barrier breakdown. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014;55(2):1056–1066. doi: 10.1167/iovs.13-13650. 

13. Inoue J, Oka M, Aoyama Y, Kobayashi S, Ueno S, Hada N, Takeda T, Takehana M. Effects of dorzolamide hydrochloride on ocular tissues. J Ocul Pharmacol Ther. 2004;20(1):1–13. doi: 10.1089/108076804772745419. 

14. Ambati J, Adamis AP. Transscleral drug delivery to the retina and choroid. Prog Retin Eye Res. 2002;21(2):145–151. doi: 10.1016/S1350-9462(01)00018-0. 

15. Ambati J, Canakis CS, Miller JW, Gragoudas ES, Edwards A, Weissgold DJ, Kim I, Delori FC, Adamis AP. Diffusion of high molecular weight compounds through sclera. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2000;41(5):1181–1185. 

16. Nomoto H, Shiraga F, Kuno N, Kimura E, Fujii S, Shinomiya K, Nugent AK, Hirooka K, Baba T. Pharmacokinetics of bevacizumab after topical, subconjunctival, and intravitreal administration in rabbits. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009;50(10):4807–4813. doi: 10.1167/iovs.08-3148.

17. Ambati J, Gragoudas ES, Miller JW, You TT, Miyamoto K, Delori FC, Adamis AP. Transscleral delivery of bioactive protein to the choroid and retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2000;41(5):1186–1191. 

18. Williams KA, Brereton HM, Farrall A, Standfield SD, Taylor SD, Kirk LA, Coster DJ. Topically applied antibody fragments penetrate into the back of the rabbit eye. Eye (Lond) 2005;19(8):910–913. doi: 10.1038/sj.eye.6701669. 

19. Davis BM, Normando EM, Guo L, Turner LA, Nizari S, O'Shea P, Moss SE, Somavarapu S, Cordeiro MF. Topical delivery of Avastin to the posterior segment of the eye in vivo using annexin A5-associated liposomes. Small. 2014;10(8):1575–1584. doi: 10.1002/smll.201303433. 

20. Platania Chiara, Fisichella Vincenzo, Fidilio Annamaria, Geraci Federica, Lazzara Francesca, Leggio Gian, Salomone Salvatore, Drago Filippo, Pignatello Rosario, Caraci Filippo, Bucolo Claudio. Topical Ocular Delivery of TGF-β1 to the Back of the Eye: Implications in Age-Related Neurodegenerative Diseases. International Journal of Molecular Sciences. 2017;18(10):2076. doi: 10.3390/ijms18102076. 

21. Fonseca SB, Pereira MP, Kelley SO. Recent advances in the use of cell-penetrating peptides for medical and biological applications. Adv Drug Deliv Rev. 2009;61(11):953–964. doi: 10.1016/j.addr.2009.06.001.

22. Wang Y, Lin H, Lin S, Qu J, Xiao J, Huang Y, Xiao Y, Fu X, Yang Y, Li X. Cell-penetrating peptide TAT-mediated delivery of acidic FGF to retina and protection against ischemia-reperfusion injury in rats. J Cell Mol Med. 2010;14(7):1998–2005. doi: 10.1111/j.1582-4934.2009.00786.x. 

23. Ozaki T, Nakazawa M, Yamashita T, Ishiguro S. Delivery of topically applied calpain inhibitory peptide to the posterior segment of the rat eye. PLoS One. 2015;10(6):e0130986. doi: 10.1371/journal.pone.0130986.

24. Johnson LN, Cashman SM, Read SP, Kumar-Singh R. Cell penetrating peptide POD mediates delivery of recombinant proteins to retina, cornea and skin. Vis Res. 2010;50(7):686–697. doi: 10.1016/j.visres.2009.08.028. 

25. de Cogan F, Hill LJ, Lynch A, Morgan-Warren PJ, Lechner J, Berwick MR, Peacock AFA, Chen M, Scott RAH, Xu H, Logan A. Topical delivery of anti-VEGF drugs to the ocular posterior segment using cell-penetrating peptides. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2017;58(5):2578–2590. doi: 10.1167/iovs.16-20072. 

26. Short BG. Safety evaluation of ocular drug delivery formulations: techniques and practical considerations. Toxicol Pathol. 2008;36(1):49–62. doi: 10.1177/0192623307310955.